Способ сорбционной корпоральной детоксикации при разлитом гнойном перитоните в эксперименте на животных

Способ сорбционной корпоральной детоксикации при разлитом гнойном перитоните в эксперименте на животных

Реферат

 

Изобретение относится к медицине, а именно к хирургии. Целью изобретения является повышение качества лаважа инфицированных закрытых полостей с помощью аффинного или иммунного сорбентов и увеличение степени общей детоксикации организма. Цель достигается использованием гелевого сорбента на основе сшитого декстрана с мол. м. исходного сырья 6010 тыс. дальтон с ковалентно иммобилизованным к матрице антибиотиком полимиксинов B (аффинный сорбент) или с ковалентно иммобилизованным козьим противостафилококковым гаммаглобулином (иммунный сорбент) при лаваже инфицированной брюшной полости.

Изобретение относится к медицине, а именно к хирургии.

Известны способы очистки крови и других биологических жидкостей путем пропускания их через колонку с сорбентом. В качестве сорбентов использовались активированные угли, ионообменные смолы, аффинные плазма-гемосорбенты, иммуносорбенты на основе кремнеземных матриц. Целевыми продуктами при сорбционных манипуляциях являются мочевина, фенолы, билирубины, креатинин, мочевая кислота, аммиак.

При бактериальной инфекции основными продуктами интоксикации являются микробные антигенные структуры. Последние образуются либо в результате синтеза микробной клеткой (экзотоксины) и выделения в ткани, полости, в общую циркуляцию, либо в результате разрушения микробной стенки и появления ее фрагментов - бактериальных липополисахаридов (ЛПС) (эндотоксины).

Известна сорбция бактериальных экзо- и эндотоксинов путем пропускания крови, плазмы или лимфы через колонки с иммуносорбентами на основе твердых матриц (селикагеля, силохрома, пористого стекла, ионообменных смол), где в качестве лиганда используются противомикробные антитела (например козий противостафилококковый гаммаглобулин, гипериммунная плазма).

До сих пор поиск матриц велся с учетом требований, предъявляемый гемосорбцией. Поэтому матрицы сорбентов представляют собой твердые частицы размерами от 0,4 до 1 - 2 мм, с диаметром пор 50 - 200 нм, шаровидной формы для возможности свободной перфузии крови через колонку с достаточно высокой скоростью (50 - 100 мл/мин).

Близким техническим решением, выбранным в качестве аналога, является использование способа элиминации стафилококковых токсинов из биологических жидкостей (А.с. N 1641090, 1990 г.).

Способ очистки препаратов крови с помощью указанного сорбента.

Сорбент в количестве 1 см³ инкубируют с 5 мл раствора нативного стафилококкового токсина в плазме (0,3 мл нативного токсина с Dhm = 0,00039 мл и 4,7 мл плазмы), содержащим 769 Dhm в течение 1 ч при 37^oC на аппарате Vibroterm.

В результате применения сорбентов на основе макропористого кремнезема с диаметром пор 120 - 200 нм, активностью иммобилизованных на их поверхности антител к стафилококковым гемолизинам содержание стафилококковых гемолизинов в плазме можно снизить со 100 до 83,5 - 40,7%, в периферической крови животных со 100 до 71,3 - 52,6%, в то время как активированные угли (СКТ-6А) снижают содержание стафилококковых гемолизинов в плазме до 92,2%, а в периферической крови не снижают.

Однако известные способы очистки биологических жидкостей применимы только как экстракорпоральные и не позволяют вводить подобные сорбенты в замкнутые инфицированные полости, каковыми являются брюшная и грудная. Известные сорбенты не формируют устойчивую суспензию, совершенно не деградируют в биологических жидкостях и, таким образом, не могут быть эффективно удалены из брюшной или грудной полостей. Кроме того, низкая степень текучести, недостаточная емкость и селективность (особенно активированных углей или ионообменных смол) не позволяют осуществлять эффективный лаваж (промывание) полостей для удаления токсинов бактериального происхождения.

Наиболее близким техническим решением, использованным в качестве прототипа, является попытка использовать сорбционные качества сорбентов для удаления бактериальных токсинов, насыщая углеродные сорбенты АУВМ "Днепр" МН-3 или микросферические углеродные сорбенты СКН-2К в течение 30 - 40 мин 0,02%-ным раствором хлоргексидина или декаметоксина с последующим введением их в многослойных марлевых мешочках в инфицированную полость (Радионов Б.В. с соавт. Эффективность применения углеродных сорбентов в комплексном лечении больных хронической эмпиемой плевры. //Тез. докл. IV Респ. конф.: Сорбенты медицинского назначения и механизмы их лечебного действия. Донецк: 1988, с. 175.).

Однако простое насыщение углей антителами связано с нежелательной последующей десорбцией в жидкостях до состояния равновесия и не удовлетворяет малым количеством макропор (1%). Размер макро-мезопор не соответствует размерам бактериальных токсинов в состоянии агрегации, комплексообразования с белками, липопротеидами высокой плотности. Таким образом, в поры гранул известных сорбентов не проникают в молекулы антител всех классов для последующего их ковалентного сшивания (синтез сорбента), а также комплексы бактериальных токсинов (во время лаважа инфицированной полости). Кроме того, из-за низкой константы текучести твердых сорбентов резко снижен контакт поверхности инфицированной полости во время сорбции.

Таким образом, только текучие (жидкие) сорбенты способны создавать полный контакт с инфицированной полостью и осуществлять комплементарные взаимодействия токсин-антитоксин.

Известные способы промывания инфицированных закрытых полостей растворами антибиотиков, антисептиков, детергентов не приводят к эффективному удалению бактериальных токсинов из них, так как механизмы действия лекарственных средств относятся к бактериостатическим или бактеридидным и никакого отношения к токсинам не имеют. Более того, разрушение микробной массы в результате традиционной терапии перечисленными средствами приводит к усилению интоксикации, так как повышают выход эндотоксинов. Высокая константа связывания токсинов с брюшиной не позволяет эффективно удалять их антибактериальными растворами.

Целью изобретения является повышение качества лаважа инфицированных закрытых полостей с помощью аффинного или иммунного сорбентов и увеличение степени общей детоксикации организма. Указанная цель достигается использованием жидкого (гелевого) сорбента на основе сшитого декстрана с молекулярной массой исходного сырья 6010 тыс. дальтон с ковалентно иммобилизованным к матрице антибиотиком полимиксином B (аффинный сорбент) или с ковалентно иммобилизованным козьим противостафилококковым гаммаглобулином (иммунный сорбент) при лаваже инфицированной брюшной полости.

Способ подготовки сорбентов.

Сорбент высушивали в вакууме, измельчали в ступке, заливали физиологическим раствором. В течение 24 ч происходит полное набухание матрицы сорбента (в 20 раз по массе). Набухший сорбент промывают декантированием и доводят физиологическим раствором до консистенции жидкого геля.

Таким образом, сорбент содержал на 1 г декстрановой матрицы 50 мг полимиксина B или 50 мг антител.

Лаваж инфицированной в течение 24 ч полости осуществляется следующим образом: белым крысам массой 200 г под фентанил-дроперидол-гексеналовым наркозом в асептических условиях производят лапаротомию, водяным насосом осуществляют удаление брюшного экссудата, 3-х кратно отмывают брюшную полость стерильным физиологическим раствором и вводят с экспозицией на 1 ч 5 мл полимиксинового или глобулинового гелевого сорбента. Во время экспозиции сорбента в брюшной полости последняя периодически массируется через брюшную стенку с целью равномерного распределения сорбента в полости и его полного контакта с брюшиной. Через 1 ч сорбент полностью вымывается из полости физраствором. Брюшная стенка зашивается наглухо двумя рядами шелковых швов. Через 24 ч после оперативного вмешательства у крыс забирается кровь на биохимию, газовый и ионный состав. Клетки периферической крови подсчитываются с помощью счетчика клеток Picoskale, BHP. Ионный состав крови рассчитывается с помощью Ionometer E-HK, Freisenius, DBR. Газовый состав крови рассчитывается с помощью Radiometer Copengagen BMS Mk2 Blood Microsystem. Биохимический анализ плазмы крови проводился на анализаторе Spectrum Abbott Laboratoriea Diagnostic Division, USA. Сорбент, удаленный через 1 ч из инфицированной брюшной полости, проверялся на активность его гранул в реакции пассивной гемаглютинации (РПГА) с сенсибилизированными эритроцитами крысы или быка.

Сорбенты испытаны в следующих опытах.

1. Смешивание интактных эритроцитов крыс (2,5% взвесь), сенсибилизированных плазмой больных перитонитом крыс (токсичной), или эритроцитов крыс с 24-часовым перитонитом с противостафилококковым или полимиксиновым сорбентом (1:1) при 20^oC в течение 15, 30, 45 и 60 мин.

Цель - установить возможность десорбции микробных антигенов с поверхности клетки двумя разными сорбентами.

В качестве контролей использовали: сорбенты + интактные эритроциты (K1), матрицу сорбента + токсичные эритроциты (K2), матрицу сорбента + интактные эритроциты (K3).

Сорбированные эритроциты испытывали в реакции пассивной гемаглютинации (РПГА): после сорбции противостафилококковым иммуносорбентом - с козьей противостафилококковой сывороткой (1: 1 - 1:8192) и свежей сывороткой морской свинки (0,1 мл + 0,1 мл + 0,2 мл соответственно), после сорбции полимиксиновым сорбентом - с раствором полимиксина B (1:1 - 1:8192) и свежей сывороткой морской свинки в тех же объемных соотношениях. В качестве контролей в РПГА использовали такие же разведения козьей сыворотки или полимиксина с несорбированными токсичными эритроцитами (K4) и несорбированными интактными эритроцитами (K5).

Сенсибилизацию интактных эритроцитов (5% взвесь) осуществляли их смешиванием с плазмой больных перитонитом в течение 24 ч крыс в соотношении 2:1 в течение 45 мин при 20^oC, затем отмывали 2 раза от плазмы центрифугированием с помощью физраствора (1000 об./мин, 10 мин). Отмыванию подвергали также эритроциты интактных животных и животных, больных перитонитом.

2. Введение противостафилококкового или полимиксинового сорбента в гнойную, тщательно отмытую гнойную, интактную и тщательно отмытую интактную брюшную полость крыс в объеме 5 мл с экспозицией 15, 30, 45 и 60 мин.

Цель - установление способности сорбентов связывать микробные токсины в брюшной полости и повышать качество одночасового лаважа после тщательного отмывания брюшной полости физраствором.

Противостафилококковый и полимиксиновый сорбенты испытывали в РПГА на иммунологических 96-ячеечных платах (гранулы сорбента 0,1 мл + эритроциты крысы или быка, сенсибилизированные микробными антигенами плазмы больных перитонитом крыс, 0,1 мл + свежая сыворотка мыши или морской свинки (1:10) 0,2 мл, 37^oC, 1 ч в фосфатзабуференном физрастворе (pH 7,4)).

Сохранение высоких титров аглютинации с гранулами сорбента после его экспозиции в инфицированной полости указывало на отсутствие или следовое содержание в полости микробного антигена. Подавление же активности сорбента - на занятость мест связывания антигенов с полимиксином или антителом и нечувствительность, таким образом, к эритроцитам, нагруженным токсином.

В качестве контролей использовали сорбенты, не участвовавшие в лаваже (K1), и матрицу сорбентов, не участвовавшую в лаваже (K2) и участвовавшую в лаваже (K3).

3. Введение полимиксинового сорбента в тщательно отмытую инфицированную брюшную полость крыс в объеме 5 мл с экспозицией 15, 30, 45 и 60 мин с последующим отсасыванием и введением новых порций сорбента (4 лаважа по 1 ч).

Цель - определить количество эффективных лаважей, т.е. время полного восстановления активности сорбента, удаленного из брюшной полости больного животного. Активность сорбента определяли идентично предыдущему этапу. В качестве контролей использовали сорбент, не участвовавший в лаваже (K1), матрицу сорбента, участвовавшую в каждом из 4 лаважей (K2), и матрицу сорбента, не участвовавшую в лаваже (K3).

Активность гранул сорбента, побывавшего в инфицированной полости, определяли следующим образом: сорбент извлекали из брюшной полости экспериментального животного через 15, 30, 45 и 60 мин, отмывали дважды физиологическим раствором и раститровывали в ячейках платы 1:1 - 1:8192 по 0,1 мл. Добавляли по 0,1 мл 2,5% взвеси эритроцитов крысы или быка, нагруженных антигенами стафилококка или синегнойной палочки (эритроциты инкубированы с плазмой больных перитонитом крыс). Инкубирование и оценку реакции осуществляли идентично предыдущему. Суть реакции состоит в том, что, если места связывания на матрице уже были заняты антигенами инфицированной полости, то реакция пассивной аглютинации не произойдет с токсичными эритроцитами.

В качестве контрольной матрицы использовался сефадекс G-200 (производства Pharmacia Fine Chemicals, Sweden) 4. Сорбенты вводились в брюшную полость крыс линии Wistar по типу инъекции через 24 ч после инфицирования в объеме 5 мл с экспозицией 24 ч.

Цель - повышение эффекта детоксикации периферической крови.

Анализировались: холестерин, триглицериды, общий белок, альбумин, глобулины, альбумин-глобулиновый коэффициент, креатинин, мочевина, мочевая кислота, общий и прямой билирубины, глюкоза, АСТ. АЛТ, щелочная фосфатаза, альфа-амилаза, кальций, фосфор, магний, калий, натрий, хлор.

Экспериментальные животные были исследованы в ряде серий: а) интактные; б) разлитой перитонит 48 ч; в) введение в брюшную полость физраствора в объеме 5 мл; г) введение контрольной матрицы в виде сефадекса G-200 в объеме 5 мл; д) сшитый декстран с иммобилизованным полимиксином B; е) сшитый декстран и иммобилизованным террилитином; ж) введение комбинационного сшитого декстрана, включающего в каждую гранулу носителя сорбента и полимиксин B, и террилитин.

Лаваж инфицированной брюшной полости иммуносорбентом или аффинным сорбентом преследует цель связывавния бактериальных токсинов, что характеризует его специфичность. Продукты метаболизма, присутствующие рядом с гранулами сорбента и не имеющие отношения к бактериальным токсинам, гранулам сорбента не связываются.

5. Определение неспецифической сорбции компонентов плазмы крови.

У экспериментальных животных (крыс) в брюшной полости создавалась картина разлитого гнойного перитонита, экспозиция 24 ч (А.с. N 1424582). Забиралась периферическая кровь путем сердечной пункции под тиопенталовым наркозом, отделялась плазма. Плазма смешивалась с сорбентами в соотношении 3:1 в течение 15 мин, 30 мин, 1, 2, 3, 4, 5, 6 и 18 ч.

Активная сорбция токсинов с поверхности клеток имеет прямое отношение к сорбции токсинов с поверхности брюшины при разлитом перитоните. Обработка клеток контрольной матрицей не приводит к десенсибилизации, а даже повышает титра в РПГА.

Способ лаважа брюшной полости при разлитом гнойном перитоните и оценка его эффективности осуществляется следующим образом.

Пример 1. Крысе массой 200 г вводят в брюшную полость 1 мл 5%-ного стерильного раствора хлористого кальция. Через 7 ч после инъекции в брюшную полость вводят 1 млрд. микробных тел золотистого стафилококка штамма 209P в объеме 1 мл и 1 млрд. микробных тел синегнойной палочки в объеме 1 мл. Через 24 ч после инъекций в брюшной полости развивается картина разлитого гнойного перитонита.

У крысы забирают из полости сердца 10 мл крови с добавлением 2 - 3 капель гепарина (предварительно животное анестезируют путем внутрибрюшинной инъекции 1 мл раствора: 3 мг фентанила + 0,15 мг дроперидола + 20 мг тиопентала натрия). Кровь разделяют на плазму и эритроциты. Таким образом приготавливают токсичную плазму и сенсибилизированные в течение 24 ч эритроциты.

Параллельно идентично приготавливают эритроциты от интактных крыс. Готовят 2,5% взвеси обоих видов эритроцитов на физиологическом растворе.

Сорбенты смешивают с интактными эритроцитами крыс, сенсибилизированными плазмой больных перитонитом крыс или эритроцитами крыс с 24-часовым перитонитом в соотношении 1:1 при 20^oC в течение 15, 30, 45 и 60 мин.

В качестве контролей используют: сорбенты + интактные эритроциты (K1), матрицу сорбента +токсичные эритроциты (K2), матрицу сорбента + интактные эритроциты (K3).

После сорбции эритроцитов последние помещают в реакцию пассивной гемаглютинации: после сорбции противовстафилококковым сорбентом - с козьей противостафилококковой сывороткой в разведениях 1:1 - 1:8192 и свежей сывороткой морской свинки (0,1 мл + 0,1 мл + 0,2 мл соответственно). После сорбции эритроцитов полимиксиновым сорбентом последние помещают с раствором полимиксина B в разведениях 1: 1 - 1:8192 и свежей сывороткой морской свинки в тех же объемных соотношениях. В качестве контролей в РПГА использовали такие же разведения козьей сыворотки или полимиксина B с несорбированными токсичными эритроцитами (K4) и несорбированными интактными эритроцитами (K5).

Сенсибилизацию интактных эритроцитов (5%-ная взвесь) осуществляли их смешиванием с плазмой больных перитонитом в течение 24 ч крыс в соотношении 2: 1 в течение 45 мин при 20^oC, затем отмывали 2 раза от плазмы центрифугированием с помощью физраствора (1000 об./мин, 10 мин). Отмыванию подвергали также эритроциты интактных животных и животных, больных перитонитом.

Реакция ПГА указывает на возможность значительной десорбции с поверхности клеток антигенов, комплементарных как к козьей противостафилококковой сыворотке, так и к полимиксину B. Титры козьей сыворотки после 1 ч сорбции токсичных эритроцитов снижаются практически до 0. Такой эффект имеет место как при сорбции сенсибилизированных в течение 45 мин эритроцитов, так и при сорбции эритроцитов, сенсибилизированных в течение 24 ч. Полимиксиновый сорбент снимает с поверхности сенсибилизированных в течение 45 мин эритроцитов антигены, понижая титры в 4 раза (1:256 против 1:1024). Такая же закономерность проявляется и при сорбции сенсибилизированных в течение 24 ч эритроцитов.

Обработка клеток сефадексом G-200 не выявляет понижение титров в РПГА как с козьей сывороткой, так и с полимиксином. Более того, характерно повышение титров в 8 раз в реакции с полимиксином после обработки поверхности эритроцитов матрицей. Таким образом, выявлена возможность активной сорбции микробных токсинов с поверхности клеток.

Реакции проводили в 96-ячеечных иммунологических планшетах со сферическим дном лунок.

Пример 2. 10 крысам массой 200 г моделировали разлитой гнойный перитонит в течение 24 ч. Затем под внутрибрюшинным фентанил-дроперидол-тиопенталовым наркозом в асептических условиях вскрывали брюшную полость. Пяти крысам брюшную полость тщательно отмывали физиологическим раствором (10 кратно по 5 мл). Пяти животным полость не отмывали. 10 животных служили контролем: 5 интактных крыс подвергали тщательному лаважу физиологическим раствором (отмытая интактная полость), 5 крысам интактную полость не отмывали.

В полости животных вводили по 5 мл полимиксинового и гаммаглобулинового сорбента с экспозицией 15, 30, 45 и 60 мин. Через указанные промежутки времени сорбенты извлекали с помощью шприца, отмывали дважды физиологическим раствором и раститровывали в иммунологических планшетах 1:1 - 1:8192. Добавляли к гранулам сорбентов сенсибилизированные в течение 45 мин при 20^oC эритроциты быка и свежую сыворотку морской свинки или мыши (1:10) в соотношениях : 0,1 мл + 0,1 мл + 0,2 мл. Реакцию проводили при 37^oC в течение 1 ч.

В качестве контролей использовали сорбенты, не участвовавшие в лаваже (K1), и матрицу -сефадекс G-200, не участвовавшую в лаваже (K2) и участвовавшую в лаваже (K3). Смешивание гранул иммунного или аффинного сорбентов, не использованных в лаваже, с сенсибилизированными эритроцитами быка выявляет высокие титры аглютинации (1:8192). Противостафилококковый иммуносорбент в гнойной брюшной полости через 30 мин не проявляет активности в РПГА, что указывает на достаточно полное блокирование его активных центров, т.е. молекул антител.

Тщательное предварительное отмывание брюшной полости физраствором приводит к полному удалению свободных стафилококковых антигенов (плавающих в брюшном экссудате), т.к. активность гранул сорбента после смешивания с промывной порцией физраствора (промывные воды после 10-кратного лаважа) остается неизменно высокой как и до смешивания (1:8192).

Полимиксиновый сорбент теряет свою активность как в гнойной, так и в отмытой гнойной полости уже через 15 мин лаважа (0).

Результаты лаважа в контрольных интактных полостях указывают на специфичность взаимодействия сорбента с продуктами микробной флоры (титры 0 - 4).

Пример 3. 10 Крысам массой 200 г моделировали разлитой гнойный перитонит в течение 24 ч. Через 24 ч под наркозом вскрывали брюшную полость и 5 животным после отсасывания брюшного экссудата вводили по 5 мл полимиксинового сорбента. Экспозиция сорбции составляла 15, 30, 45 и 60 мин. После 1 ч сорбции в брюшную полость вводили свежую порцию сорбента с той же экспозицией. Количество лаважей свежими порциями сорбента составило 4. Каждые 15 мин сорбции в течение 4 ч забирали по 1 мл сорбента, отмывали дважды физиологическим раствором и определяли активность гранул в РПГА.

В качестве контролей использовали сорбент, не участвовавший в лаваже (K1), матрицу - сефадекс G-200, участвовавшую в каждом из 4 лаважей (K2), и такую же матрицу, не участвовавшую в лаваже (K3).

Исходя из результатов, можно заключить, что для полного удаления микробного токсина из брюшной полости требуется проведение 3-часового лаважа сорбентом. После трех свежих порций полимиксинового сорбента полностью восстанавливается титр в РПГА, т.е. активность сорбента становится полностью сохранной как до лаважа.

Пример 4. 28 белым крысам линии Wistar моделировали разлитой гнойный перитонит по выше приведенной методике. Через 24 ч под фентанил-дроперидол-тиопенталовым наркозом производили лапаротомию в асептических условиях, из брюшной полости отсасывали содержимое, вводили с экспозицией на 1 ч в объеме 5 мл физраствора (5 крыс), декстран-полимиксиновый сорбент (5 крыс), декстран-террилитиновый сорбент (5 крыс), полимиксин-террилитиновый декстран (комбинация в грануле декстана двуз веществ) (5 крыс) и контрольную матрицу в виде сефадекса G-200 (3 крысы).

10 животных составили контрольную группу (интактные) и 5 животных - группу животных без лечения, но с ложной лапаротомией.

После сорбции инъецированные жидкости и сорбенты удалялись промыванием физраствором, брюшная полость зашивалась наглухо двумя рядами шелковых швов. Через 24 ч у животных забирали кровь и измеряли ионный, газовый и клеточный составы.

Результаты исследований показывают, что в результате применения одночасового лаважа инфицированной брюшной полости сорбентами с иммобилизированными полимиксином B или ферментом террилитином происходит восстановление гемоглобина, гематокритного числа, снижение парциального давления углекислого газа в периферической крови, т.е. признаков снижения токсемии.

Анализ клеточных элементов показывает, что в результате кратковременного лаважа брюшной полости происходит значительное снижение абсолютного количества циркулирующих лейкоцитов, восстановление абсолютного числа эритроцитов в 1 мкл крови.

Пример 5. Исследования проведены на 35 крысах популяции Wistar с разлитым острым перитонитом.

Сорбенты вводили в брюшную полость крыс по типу инъекции через 24 ч после инфицирования в объеме 5 мл с экспозицией 24 ч.

Цель - получение эффекта детоксикации.

Экспериментальные животные исследованы в ряде серий: а) интактные; б) разлитой перитонит 48 ч; в) введение физраствора в объеме 5 мл; г) контрольная матрица в виде G-200 сефадекса, Pharmacia Sweden; д) сшитый декстран с иммобилизованным полимиксином B; е) комбинация предыдущих двух сшитых декстранов.

Результаты биохимического тестирования 22 показателей плазмы крови больных животных выявили 8 достоверно значимых по отношению к интактной плазме: общий и прямой билирубины, альбумин, альбумин-глобулиновый коэффициент, мочевая кислота, АСТ и альфа-амилаза.

Для выявления лучшего образца сорбента и степени восстановления патофизиологических сдвигов при лаваже брюшной полости вводится интегральный показатель Y: где X_п - величина теста у животного с 48-часовым перитонитом; X_с - величина теста у животного, подвергнутого сорбции; X_и - величина теста у интактного животного.

Частное от деления разностей при идеальном восстановлении функции составляет 1. Таким образом, идеальная сумма всех приведенных показателей должна составлять 8.

Результаты расчета показали, что введение в брюшную полость больных крыс физиологического раствора выявляет Y8 = -1,17, матрицы сефадекса G-200 - Y8 = +1,19, сшитого декстрана с иммобилизованным полимиксином B - Y8 = +5,08, сшитого декстрана с иммобилизованным террилитином - Y8 = +6,25, комбинации сшитый декстранов - Y8 = +6,97.

Таким образом, лаваж брюшной полости комбинацией сшитых декстранов с иммобилизованным террилитином и аффинным лигандом к токсину грамотрицательной микрофлоры на 87% восстанавливает патофизиологические сдвиги больного животного.

Пример 6. У 25 крыс линии Wistar с односуточным разлитым гнойным перитонитом забрана кровь, отделена плазма. Плазма от всех крыс смешана. Далее плазму смешивали с декстрановым сорбентом, содержащим ковалентно связанный полимиксин B в объемных соотношениях 3:1, и инкубировали при 37^oC в течение 15, 30 мин, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 18 ч.

Результаты показывают, что имеет место незначительная сорбция холестерина, триглицеридов, мочевины, мочевой кислоты, билирубина, общего белка, альфа-амилазы креатинина за счет слабых неспецифических сорбционных свойств матрицы декстрана. Параллельно инкубировали такое же время и контрольную плазму без сорбента от этих же животных.

Таким образом, предлагаемый способ сорбционной корпоральной детоксикации при разлитом гнойном перитоните отличается по ряду существенных признаков от базового объекта: возможностью производить лаваж инфицированной полости с помощью жидкого гелевого иммуносорбента или аффинного сорбента против бактериальных токсинов, повысить качество классического отмывания брюшной полости от микробных токсинов, локализованных на брюшинном покрове, в результате высокой текучести сорбентов повысить степень соприкосновения их с инфицированными тканями, увеличить степень общей детоксикации крови по сравнению с методами лаважа брюшной полости классическими растворами.

Формула изобретения

Способ сорбционной корпоральной детоксикации при разлитом гнойном перитоните в эксперименте на животных путем лаважа брюшной полости противомикробными растворами и очищения ее с помощью суспензии твердых сорбентов, отличающийся тем, что в качестве сорбентов используют гелевый антибактериальный афинный сорбент на основе сшитого декстрана.