Способ моделирования условий хирургической раны

Способ моделирования условий хирургической раны

Реферат

 

Изобретение относится к медицине, экспериментальной хирургии, может быть использовано при моделировании хирургической раны. Наносят линейную кожную рану. Создают раневой канал путем прокола подкожной жировой клетчатки, мышечного слоя толстой иглой. Через иглу проводят шовную нить в присутствии дозированной микробной контаминации. Кожную рану ушивают послойно. Способ позволяет избежать дополнительной контаминации раны.

Изобретение относится к медицине, в частности к области экспериментальной хирургии, к способам моделирования хирургических ран как асептических, так и свежеинфицированных, и может использоваться при изучении различных свойств хирургических шовных нитей как обычных, так и обладающих антимикробной активностью, в условиях дозированной микробной контаминации или без нее.

В экспериментальной хирургии в зависимости от поставленных задач и предложенных способов их решения моделируют условия идеальных или асептических ран и ран хирургических, наиболее приближенных к клиническим, со всеми обязательными их составляющими, заключающимися в травмировании тканей, наличии в ранах девитализированных тканей, послойном ушивании ран шовными нитями, ишемизации тканей швами, инфицировании ран различными видами патогенных микроорганизмов и т.п.

Относительно асептичности ран могут быть высказаны следующие соображения. По данным литературы, любая экспериментальная рана с момента ее создания не может быть асептичной, так как в обычных условиях невозможно избежать контакта ее поверхности с окружающей средой, а значит, и с множеством микроорганизмов ее населяющих, многие из которых являются патогенными.

Микробиологические исследования, проведенные А.В. Воленко, показали, что частота обсемененности экспериментальных первично-асептических ран составляет 30,010,3% /Воленко А.В. Перспективы и возможности профилактического промывания хирургических ран пульсирующими струями жидкости под давлением. Хирургия 1998, 4 с.46-50/.

Морфологические и микробиологические исследования, проведенные им при изучении причин возникновения раневых послеоперационных осложнений на экспериментальных моделях хирургических ран и разработке путей их целенаправленной профилактики, показали, что решающую роль в этиологии раневых осложнений играет морфофункциональный субстрат раны, основными составными которого, кроме характера раны, являются степень травматизации и ишемия паравульнарных тканей, наличие в ране девитализированных тканей, свойства и количество шовного материала, характер и степень микробного обсеменения, характер швов и т.п. /Воленко А.В. Профилактика послеоперационных осложнений ран. Хирургия 1998, 9, с.65-68 /.

По мнению автора, изолированное присутствие в ране одного из перечисленных факторов в большинстве наблюдений не приводит к развитию раневых послеоперационных осложнений. Так, инфицирование ран даже надкритическими дозами монокультур патогенных микроорганизмов и их ассоциаций не обязательно вызывает развитие раневой инфекции. "Критическая доза" микроорганизмов, необходимая для развития и прогрессирования в ране инфекционного процесса и составляющая по данным литературы 10₅-10₆ колониеобразующих единиц /КОЕ/ в 1 г ткани, в отношении свежих ран не может считаться обязательным фактором, но в совокупности с травмированием тканей, наличием девитализированных тканей, шовного материала, ишемией тканей инфицирование ран приводит к нагноению, морфологические особенности которого определяются характером микрофлоры.

В то же время количественные микробиологические исследования, проведенные им в группе животных с ишемией тканей сдавливающими швами, показали, что при этом происходит быстрое самопроизвольное инфицирование паравульнарных тканей золотистым стафилококком и протеем. Начиная с 3-х суток после операции, обсемененность первично-асептических ран с ишемией тканей практически соответствует таковой ран, зараженных надкритическими дозами микроорганизмов.

Важнейшее значение в развитии послеоперационных раневых осложнений принадлежит качеству и количеству шовного материала. В своих классических исследованиях Flek и Соnеn показали, что лигатура, помещенная в суспензию 10 микробных тел/мл и затем имплантированная под кожу, также вызывает нагноение раны. /Flek and Соnеn. Br G Exp Pathol 1957, 38, р.573/.

На основании этого исследования была выдвинута концепция важности инородного тела в патогенезе раневого инфекционного процесса. /Шевола Д., Дмитриева Н. В. Антибиотикопрофилактика в медицинской практике. М.ЗАО "Принт-Партнер" 2000, с.21/.

По мнению И.А. Ерюхина, в клинической хирургии сама вероятность развития раневого инфекционного процесса, его тяжесть, особенности клинического течения и прогноз в решающей мере зависят от факторов, определяющих условия взаимодействия организма-хозяина и микрофлоры, от того, насколько эти условия способствуют возникновению и прогрессирующему развитию инфекции. И далеко не всегда в этом случае агрессивность возбудителя выступает в качестве решающего фактора. Значительно чаще преморбидная ситуация, провоцирующая инфекционный процесс, создается нарушениями жизнедеятельности организма-хозяина, его реакцией на чрезвычайное внешнее воздействие. А выбор возбудителя вторичен и зависит от этих приоритетных факторов. /Ерюхин И.А. Инфекция в хирургии. Старая проблема накануне нового тысячелетия. Вестник хирургии 1998, 1, с.85-91/.

Известны различные способы моделирования условий хирургических ран в эксперименте.

Так, И. Д. Житнюк для выяснения осмотического действия разработанной им присыпки каждому подопытному животному (кролику) наносил с обеих сторон от позвоночника разможженные кожно-мышечные раны одинаковых размеров. Бактерицидные свойства присыпки проверялись в эксперименте на животных (кроликах), которым на ягодичной области наносили разможженные кожно-мышечные раны и заражали их 1 млрд. микробных клеток культуры золотистого стафилококка.

Для решения вопроса о возможности применения присыпки И.Д. Житнюка для удлинения срока первичной хирургической обработки ран мягких тканей В.П. Петровым проводились экспериментальные исследования на 120 животных (кроликах), которым на ягодичной области наносили разможженные кожно-мышечные раны размером 6,0 х 3,0 см. Раны заражали 1 млрд. клеток суточной культуры золотистого стафилококка или 0,5 граммами садовой земли, а затем ушивали их наложением швов на кожу. /Житнюк И.Д. Лечение инфицированных ран порошкообразной смесью. Вестник хирургии 1967, 12, с.69-74/.

При разработке и испытаниях антимикробных хирургических шовных материалов Ю.А. Фурманов под наркозом (внутрибрюшное введение 5% раствора нембутала) подопытным животным (кроликам и белым крысам) производил параллельно позвоночнику разрезы кожи и подкожной основы на спине, свободно имплантировал подкожно отрезки антимикробных шовных нитей и ушивал кожную рану / Фурманов Ю.А., Горшевикова Э.В., Адамян А.А., Винокурова Т.И., Цетлин Б.Л., Власов А. В. , Силькис Е.М., Мошковский Г.Ю. Разработка и испытания хирургических шовных материалов. Клиническая хирургия 1985, 3, с.25-28/.

При изучении влияния хирургического шовного материала, особенно материала из биологически активных волокон, на течение раневого инфекционного процесса в клинике общей хирургии ММА им. И.М. Сеченова экспериментальные исследования проводились на животных (морских свинках), которым в асептических условиях в межлопаточной области наносили линейную рану длиной 5,0 см, вносили в нее различные культуры микробов, а затем ушивали кожную рану исследуемыми образцами шовных нитей. /Толстых П.И., Арутюнян Б.И., Стручков Ю.В. , Василькова З. Ф,, Красовская С.Б., Беляева О.А., Кильдеева Н.Р. Биологически активный шовный материал как средство профилактики нарушений заживления ран. Хирургия 1980, 5, с. 108-113/.

Подобная модель хирургической раны применялась В.К. Гостищевым и С.С. Оганесяном с целью обоснования методов хирургического вмешательства и разработки комплексной и этиотропной терапии неклостридиальных инфекций мягких тканей в случае локальной анаэробной неклостридиальной инфекции /Гостищев В. К. , Оганесян С.С. Особенности клиники, диагностики и лечения неклостридиальной анаэробной инфекции мягких тканей. Хирургия 1989, 10, с.155-157/.

При изучении причин возникновения раневых послеоперационных осложнений на экспериментальных моделях хирургических ран и разработке путей их целенаправленной профилактики А.В. Воленко использовал белых крыс линии Вистар обоего пола. Под наркозом и при соблюдении правил асептики всем животным на спине наносили кожно-подкожно-мышечные раны длиной 4 см. Ткани раны травмировали кровоостанавливающим зажимом, в рану вводили кусочек шелковой лигатуры длиной 1 см и участок размятой клетчатки размером 0,2 х 0,2 см. Во всех случаях кожные края ран ушивали 3-мя шелковыми швами наглухо. /Воленко А.В. Перспективы и возможности профилактического промывания хирургических ран пульсирующими струями жидкости под давлением. Хирургия 1998, 4, с.45-50/.

Во всех описанных выше способах моделирования в эксперименте условий хирургических ран имеются определенные недостатки, влияющие на достоверность оценки полученных результатов, особенно при качественном и количественном учете их микробной обсемененности.

Так, при моделировании условий хирургической раны, воспроизводя одну из важнейших ее составляющих, механическую травму, практически невозможно рассчитать в каждом конкретном случае силу травмирующего воздействия, создаваемую руками исследователя (разможжение тканей или травмирование их кровоостанавливающим зажимом).

Свободная имплантация в рану испытуемой нити исключает ишемизацию тканей сдавливающими швами, при которой происходит быстрое самопроизвольное инфицирование паравульнарных тканей. Само наличие швов в ране увеличивает ее микробную обсемененность в 10.000 раз. Не учитывается качество и количество шовного материала, а также дополнительная контаминация раны различными штаммами возбудителей нозокомиальной инфекции, которая происходит не только во время проведения опыта, но и в послеоперационном периоде, в процессе заживления кожной раны, ушиваемой нитью, за счет присущей ей фитильности.

Из всех описанных в литературе аналогов по наиболее близкой технической сущности в качестве прототипа нами выбран способ моделирования условий хирургической раны, предложенный Edlish R.F.. Он заключается в рассечении кожи и подкожных мышц самок белых мышей Surris-Webster в паравертебральной области, введении в центр раны взвеси патогенных микробов и ушивании раны швом, проведенным через все слои (кожу, мышцы), с формированием узла на коже. /Edlish R.F., Panek P.П., Rodeheaver G.T., Tunbull W.C., Kurts L.D., Edgertion M. T. Phisical and chemical configuration of suture in the development of suture infection. Ann Surg. 1973, 177. p.679-687. Viliam V.Sharp, M. D. ; Terry A. Belden, B.S.; Pete H.King, B.S. and Phillip C.Teague, B.S. Suture resistents to infection. Surgery 1982, 1, р.61-63/.

Посредством данной методики автору удалось избежать всех перечисленных выше недостатков, кроме дополнительной контаминации раны нозокомиальной микробной ассоциацией. Ее отрицательным моментом является также частичная потеря массы шовной нити при формировании узла на коже.

Задачей изобретения является разработка способа моделирования условий хирургической раны, позволяющего избежать дополнительной контаминации раны и тем самым повысить достоверность полученных результатов.

Поставленная задача решается тем, что раневой канал создают с помощью прокола мягких тканей толстой иглой, через которую проводят шовную нить в присутствии дозированной, микробной контаминации, и рану послойно ушивают.

Способ осуществляется следующим образом.

Для моделирования условий хирургической раны используют половозрелых самцов морских свинок весом 250-300 граммов.

Все лабораторные животные поступают из одного источника. Они подвергаются выдержке в условиях карантина в течение 2-х недель перед проведением исследований и получают стандартную лабораторную пищу (каши на воде, овощи, фрукты) и питье (воду, молоко). Идентичный рацион и режим питания соблюдается на протяжении всего эксперимента.

Наркоз при проведении оперативного вмешательства осуществляется введением внутрибрюшинно наркотической смеси, состоящей из 0,5 мл 2% раствора промедола, 0,25 мл 2% раствора аминазина и 0,25 мл 2% раствора димедрола (качественный и количественный состав наркотической смеси подобран эмпирическим путем).

Животное подготавливается к оперативному вмешательству путем освобождения от шерсти участка кожи в лопаточной области с одной стороны размером 6,0 х 2,0 см и обработкой операционного поля 1% раствором йода (раствор йода более высокой концентрации проникает через кожный покров, окрашивая мышцы, и, по нашему мнению, влияет на "чистоту" опыта, вызывая химический ожог тканей).

Далее в асептических условиях в паравертебральной области с одной стороны морской свинке скальпелем наносится линейная кожная рана длиной 5,0 см.

Для создания раневого канала производится прокол подкожной основы (подкожная жировая клетчатка, мышечный слой) через всю ее толщу иглой Дюфо, через которую проводится шовная нить и параллельно ей тонкая игла длиной 90 мм /Игла инъекционная для шприцев типа "Рекорд" 1 А 1-0,8 х 90-1 15/, после чего игла Дюфо, создавшая раневой канал, удаляется.

Затем из вновь созданного раневого канала производится удаление тонкой иглы с одновременным введением в него с помощью шприца 1 мл физиологического раствора с монокультурой микроба или микробной ассоциацией.

Нить в раневом канале фиксируется узловым швом поверх слоя подкожной основы. Кожную рану ушивают одиночными узловыми швами с интервалом 1,0 см друг от друга и закрывают нанесением пленки СБВ-14.

В послеоперационном периоде ведется динамическое наблюдение за состоянием кожной послеоперационной раны. В сроки, диктуемые задачей, поставленной перед опытом, производят забой животного и иссечение в асептических условиях участка исследуемых тканей с моделью раневого канала.

После поверхностной промывки исследуемого фрагмента стерильным физиологическим раствором производят рассечение его по ходу раневого канала со взятием биоптата дна раны для качественной и количественной оценки микробной обсемененности раневого канала.

Гистологическому исследованию подвергается стенка раневого канала и ткани на расстоянии 5,0 и 15,0 мм вокруг него для изучения глубины распространения и степени выраженности воспалительной реакции паравульнарных тканей, которая оценивается по общепринятой 5-бальной шкале.

Моделирование условий хирургической раны предложенным нами способом позволяет избежать дополнительной контаминации ее поверхности возбудителями нозокомиальной инфекции в результате отсутствия контакта раневой поверхности с окружающей средой.

Это условие достигается тем, что раневая поверхность создается путем прокола толстой иглой расположенных подкожно неинфицированных мягких тканей в минимально короткое время, При этом сохраняются все условия моделирования хирургической раны, заключающиеся в нанесении мягким тканям дозированной травмы иглой Дюфо при создании раневого канала путем их прокола, наличии в раневом канале девитализированных тканей, гематом и сером после удаления из него толстой иглы; инфицировании раневого канала различными штаммами патогенных микробов и их ассоциаций, а особенно послойном ушивании раны шовным материалом с формированием узлов подкожно поверх мягкотканой основы, при котором не происходит потери массы шовного материала и сохраняется ишемизация швами паравульнарных тканей.

Моделирование условий хирургической раны путем создания раневого канала позволяет не только избежать дополнительной контаминации раневой поверхности патогенной микрофлорой, но и произвести ее инфицирование строго регламентированными дозами патогенных микробов и их ассоциаций, что положительно влияет на достоверность качественных и количественных показателей данных микробиологических исследований, полученных при изучении динамики развития раневого инфекционного процесса в заданных условиях.

Пример 1.

Подопытное животное - морская свинка весом 275 граммов. Наркоз осуществлен по обычной методике. Условия хирургической раны моделировались предложенным нами способом путем создания раневого канала.

Морской свинке в асептических условиях в паравертебральной области с одной стороны параллельно позвоночнику скальпелем нанесена линейная кожная рана длиной 5,0 см. Перпендикулярно ей, в направлении поперечном ходу мышечных волокон, путем прокола подкожной основы через всю толщу иглой Дюфо, протяженностью 2,0 см, создан раневой канал со всеми присущими хирургической ране составляющими. Через раневой канал проведена шовная нить (капрон хирургический 3), которая фиксирована поверх мышечного слоя с формированием 3-х узлов. Кожная рана ушита одиночными узловыми швами с интервалом 1,0 см друг от друга и закрыта нанесением пленки СБВ-14. Перед наложением последнего шва на кожу микробная обсемененность раны - единичные колониеобразующие микробы в поле зрения. Время операции - 7 минут.

На 1 сутки после операции признаков воспаления в раневом канале не отмечено, в незначительном количестве имеется слизистый выпот. Микробная обсемененность зоны раневого канала составляет 1-2 КОЕ/см², она соответствует микробной обсемененности подкожной раны. При гистологическом исследовании отмечается минимальная воспалительная реакция со стороны паравульнарных тканей, характеризующаяся незначительным расширением и переполнением кровью отдельных сосудов и наличием в перимизии отдельных лейкоцитов. Воспалительная реакция со стороны паравульнарных тканей оценена в 1 балл.

На 4 сутки после операции признаков воспаления в ране не отмечено, в раневом канале имеется незначительное количество слизистого выпота. Микробная обсемененность раневого канала, как и подкожной раны, составляет 2-3 КОЕ/см². При гистологическом исследовании выявляется незначительная воспалительная реакция, характеризующаяся расширением и переполнением кровью микрососудов, равномерной инфильтрацией перимизия лейкоцитами, отсутствием некротических очагов и разрастании грануляционной ткани в зоне дефекта. Воспалительная реакция со стороны паравульнарных тканей оценена в 2 балла.

Пример 2.

Подопытное животное - морская свинка весом 290 граммов. Моделирование условий хирургической раны произведено предложенным нами способом путем создания раневого канала. Микробная контаминация зоны раневого канала произведена монокультурой золотистого стафилококка в дозе 10₈/мл (в раневой канал внесена монокультура золотистого стафилококка в количестве 10₈ микробных клеток в 1 мл физиологического раствора). Микробная обсемененность раны перед ее ушиванием составила 1-2 КОЕ/см².

На первый день после операции в раневом канале отмечено умеренное воспаление с экссудацией паравульнарных тканей и наличием в нем светлого слизистого выпота в значительном количестве. Микробная обсемененность зоны раневого канала составила 4-5 КОЕ/см², подкожной раны - 1-2 КОЕ/см². При гистологическом исследовании в паравульнарных тканях выявлена выраженная воспалительная реакция - в расширенных и переполненных кровью микрососудах отмечается отчетливое краевое стояние нейтрофилов и высокая степень инфильтрации перимизия лейкоцитами, имеются отдельные мелкие очаги некроза, не сливающиеся в крупные. Раневой канал с прилегающими дистрофически измененными тканями отделен от нормальных грануляционной тканью, богатой гистиоцитами. Воспалительная реакция со стороны паравульнарных тканей оценена в 4 балла.

Пример 3 (способ-прототип).

Подопытное животное - морская свинка весом 265 граммов. Наркоз осуществлен по обычной методике. Моделирование условий хирургической раны произведено по способу-прототипу без микробной контаминации.

Морской свинке в асептических условиях в паравертебральной области с одной стороны параллельно позвоночнику скальпелем нанесена линейная кожная рана длиной 5,0 см. Подкожная основа (подкожная жировая клетчатка, мышцы) рассечены линейным разрезом протяженностью 2,0 см, что соответствует длине раневого канала, создаваемого иглой Дюфо, в предложенном нами способе. Подкожные ткани травмированы кровоостанавливающим зажимом, после чего наложен узловой шов, проведенный через все слои (кожу, подкожную основу) капроном хирургическим 3 с формированием узла на коже. Оставшаяся часть кожной раны ушита 4-мя одиночными узловыми швами с интервалом 1 см друг от друга и закрыта нанесением пленки СБВ-14. Перед нанесением последнего шва на кожу микробная обсемененность раны составила 1-2 КОЕ/см². Время операции от момента нанесения кожной раны до наложения последнего шва - 20 минут.

На 1 сутки после операции визуально признаков воспаления в ране не отмечено, в незначительном количестве имеется светлый слизистый выпот. Микробная обсемененность раны составила 4-5 КОЕ/см². При гистологическом исследовании отмечена незначительная воспалительная реакция, характеризующаяся расширением и переполнением микрососудов кровью и равномерной инфильтрацией перимизия лейкоцитами. Степень выраженности воспаления оценена в 2 балла.

На 4 сутки после операции в ране визуально отмечаются признаки воспаления - умеренная экссудация паравульнарных тканей и значительное количество слизистого выпота. Микробная обсемененность раны составила 10-12 КОЕ/см². При гистологическом исследовании отмечается отчетливое краевое стояние нейтрофилов в кровеносных сосудах как этап миграции клеточных элементов крови в окружающую соединительную ткань, изредка встречаются очаги некроза, разрастание грануляционной ткани, богатой гистиоцитами. Степень выраженности воспаления оценена в 3-4 балла.

Пример 4 (способ-прототип).

Подопытное животное - морская свинка весом 300 граммов. Наркоз, моделирование условий хирургической раны и ее ушивание произведены по способу-прототипу. Микробная контаминация - монокультурой золотистого стафилококка в количестве 10₈ КОЕ/мл. Микробная обсемененность раны перед наложением последнего шва составила 4-5 КОЕ/см². Время операции - 20 минут.

На первые сутки после операции в ране отмечены признаки умеренного воспаления - отек паравульнарных тканей и мутный слизистый выпот в значительном количестве. Микробная обсемененность раны составила 10 КОЕ/см². При гистологическом исследовании в расширенных микрососудах отмечается отчетливое краевое стояние большого количества нейтрофилов. Очаги некроза и разрастание грануляционной ткани отсутствуют. Степень выраженности воспалительной реакции - 3 балла.

На 4 сутки после операции в ране отмечается картина выраженного воспаления - значительный мутный выпот и экссудация паравульнарных тканей. Микробная обсемененность раны - 2 х 10₃ КОЕ/см². При гистологическом исследовании выявлена наибольшая степень выраженности воспалительной реакции - выраженная реакция со стороны сосудистого русла, высокая степень инфильтрированности соединительно-тканных прослоек, наличие многочисленных очагов некроза, нередко сливающихся в один крупный. Степень выраженности воспалительной реакции - 5 баллов.

Таким образом, качественные и количественные показатели микробной обсемененности значительно отличаются в случаях моделирования условий хирургических ран по способу-прототипу и по заявляемому способу, что с первых дней определяет характер течения раневого инфекционного процесса и тип заживления хирургической раны, первичным натяжением или вторичным, через нагноение и образование грануляционной ткани. Наши исследования подтверждают концепцию И. А. Ерюхина о том, что развитие раневого инфекционного процесса полностью зависит от изначальных условий, провоцирующих его возникновение.

Использование в эксперименте моделирования условий хирургических ран по способу-прототипу не позволило нам эмпирически подобрать оптимальную дозу антисептика, вводимого в нить для придания ей антимикробных свойств, способную эффективно подавлять рост в ране патогенной микрофлоры, не оказывая токсического действия на паравульнарные ткани.

Моделированием условий хирургических ран путем создания раневого канала удалось не только воспроизвести все присущие им составляющие, такие как нанесение дозированной травмы мягким тканям, наличие в ранах девитализированных тканей, гематом, сером; инфицирование раневой поверхности различными штаммами патогенных микробов и их ассоциаций; послойное ушивание ран шовным материалом без потери его массы при формировании узлов; ишемизация паравульнарных тканей, но и избежать дополнительной контаминации раневой поверхности патогенной микрофлорой за счет изоляции ее от окружающей среды и уменьшения времени оперативного вмешательства, что в условиях дозированной микробной контаминации "критическими дозами" патогенных микробов и их ассоциаций позволило повысить достоверность качественных и количественных показателей микробиологических исследовании.

Следует отметить также, что способ моделирования условий хирургической раны путем создания раневого канала является универсальным. Он может быть воспроизведен на любых экспериментальных животных в любой части их тела, причем локализация раневого канала, его протяженность и степень микробной контаминации зависят от условий экспериментальных исследований и выбранных путей решения поставленных задач.

В нашем случае моделирование условий хирургической раны заявляемым способом позволило не только прогнозировать характер течения раневого инфекционного процесса и тип заживления послеоперационной раны, но и подобрать эмпирическим путем предельно допустимую концентрацию антисептика в шовной нити, эффективно подавляющую рост в ране патогенной микрофлоры в течение процесса ее заживления, а в последующем осуществить производственный выпуск опытных партий антимикробных шовных нитей, используемых в практической хирургии.

Формула изобретения

Способ моделирования условий хирургической раны путем создания раневой поверхности и ушивания ее шовной нитью, отличающийся тем, что сначала наносят линейную кожную рану, затем создают раневой канал путем прокола подкожной жировой клетчатки, мышечного слоя толстой иглой, через которую проводят шовную нить в присутствии дозированной микробной контаминации, после чего кожную рану ушивают послойно.