Вакцина против сальмонеллеза свиней, способ изготовления, способ профилактики сальмонеллеза свиней
Патент 2470663
Авторы
Правообладатели
Классы МПК
Вакцина против сальмонеллеза свиней, способ изготовления, способ профилактики сальмонеллеза свиней
Изобретение относится к области ветеринарной микробиологии и касается вакцины против сальмонеллеза свиней, способу ее изготовления и способу профилактики сальмонеллеза свиней. Описанный способ изготовления включает раздельное культивирование штаммов S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415 в биореакторе на бульоне Хоттингера рН 7,2-7,5 и показателем аминного азота 100-120 мг% при подаче воздуха 1 л/мин на 1 л питательной среды и скоростью перемешивания 100 об/мин в течение 10 часов, лизирование биомассы гидроксиламином, осаждение растворенных антигенов, отстаивание, центрифугирование, удаление надосадочной жидкости, смешивание лизатов 1:1, добавление пищевого пектина, лиофильную сушку с получением готовой вакцины. При этом 1 мг сухого лизат-антигена соответствует 2,5-3,5×109 микробных клеток. Способ профилактики сальмонеллеза свиней заключается в пероральном введении вакцины, поросятам в возрасте с 30-35 по 45-54 дней жизни в дозе, эквивалентной 400-600 млрд. микробных клеток корпускулярного антигена ежедневно в течение 10 дней с пробиотиком ветеринарного назначения Лактобифадол в дозе 10-12 г на гол./сут. Представленная группа изобретений позволяет сохранить маточное поголовье, получить здоровый приплод и может быть использована в хозяйствах, неблагополучных по сальмонеллезу свиней. 3 н.п. ф-лы, 6 табл., 5 пр.
Реферат
Изобретение относится к области ветеринарной микробиологии, в частности к получению вакцины против сальмонеллеза свиней, способу ее изготовления и профилактики сальмонеллеза.
Сальмонеллезы продуктивных млекопитающих животных и птицы являются не только значимой проблемой ветеринарии с экономической точки зрения, но и важной социальной проблемой, поскольку создают угрозу и нередко являются причиной массовых вспышек пищевых токсикоинфекций сальмонеллезной этиологии у людей. Несмотря на значительное количество работ, посвященных вопросам борьбы и профилактики этой болезни, она все еще широко распространена в животноводческих хозяйствах и наносит отрасли существенный экономический ущерб. По данным ветеринарной отчетности последних лет (2003-2009 гг., ФГУ Центр ветеринарии) сальмонеллез в Российской Федерации неизменно входит в первую десятку в структуре инфекционной патологии крупного и мелкого рогатого скота, свиней и птицы. В указанный период доля сальмонеллеза в структуре инфекционной патологии крупного рогатого скота составляла 2,3-3,8%, мелкого рогатого скота - 2,5-9,9%, свиней - 3,4-14,1%, птицы (сальмонеллез+тиф-пуллороз) - 1,4-2,02%.
Важнейшим элементом комплексной системы борьбы с сальмонеллезной инфекцией является вакцинация.
В настоящее время известен способ вакцинации против сальмонеллеза свиней, включающий введение сухого комплексного лизат-антигена бульонной культуры штаммов S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415, при этом 1 мг сухого лизат-антигена соответствует 2,5-3,5×109 микробных клеток корпускулярного антигена, взятых в равных соотношениях.
Для профилактики антиген поросятам вводят перорально в смеси с комбикормом в течение 10 дней ежедневно в дозах, эквивалентных соответственно, 200,400 и 600 млрд микробных клеток, а оптимальной дозой являлась 400-600 млрд микробных клеток на голову.
Пероральную иммунизацию испытуемого антигена проводили на фоне пробиотического препарата Лактобифадол (1).
Известен также лизат-антиген (вакцина) из бульонной культуры штаммов S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415, взятых в равных соотношениях, разрушенных гидроксиламином.
В качестве иммунизирующего начала лизат-антигена, в соответствии с использованными штаммами, входят О-антигенные комплексы 6 и 7, Н-антигенные комплексы 1-й фазы С и 2-й фазы 1,5; и О-антигенные комплексы 1, 4, 12, Н-антигенные комплексы 1-й фазы I и 2-й фазы 1, 2 соответственно. В 1 мг сухого гидроксиламинового антигена содержатся компоненты клеток сальмонелл в количестве, эквивалентном 2,5- 3,5×109 м.к. (2). Прототип.
В задачу наших исследований входило получить вакцину против сальмонеллеза свиней, обеспечивающую создание в организме при пероральном введении длительного и напряженного иммунитета.
Поставленную цель нам удалось достичь благодаря тому что:
- в качестве антигенов содержит штаммы S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415, взятых в равных соотношениях, при этом 1 мг сухого лизат-антигена соответствует 2,5-3,5×109 микробных клеток.
- биомассу сальмонелл штаммов S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415 раздельно культивируют в биореакторе на бульоне Хоттингера pH 7,2-7,5 и показателем аминного азота 100-120 мг% при подаче воздуха 1 л/ мин на 1 л питательной среды и скоростью перемешивания 100 об/мин в течение 10 часов, добавляют гидроксиламин (NaH2OH·HCl) из расчета 0,065 мг х/ч на 1 млрд. микробных клеток при постоянном перемешивании, выдерживают в течение 4 суток при температуре 38…39°C, доводят pH лизата до 7,4 при помощи 10% NaOH, смешивают лизаты 1:1, затем осаждают растворенные антигены последовательным добавлением Na2HPO4 и CaCl2 - на 1 мл лизата выпадение 4 мг CaHPO4, отстаивают лизат с осадком в течение суток, после чего центрифугируют 2500-3000 об/мин в течение 20 минут, удаляют надосадочную жидкость и добавляют пектин пищевой из расчета 1% к полученному лизату, лиофильно высушивают и получают вакцину.
- способ профилактики сальмонеллеза свиней заключается в пероральном введении вакцины поросятам в возрасте с 30-35 по 45-54 дни жизни в дозе, эквивалентной 400-600 млрд микробных клеток корпускулярного антигена ежедневно в течение 10 дней с пробиотиком ветеринарного назначения Лактобифадол в дозе 10-12 г на голову в сутки.
Сущность предложенного состоит в следующем:
Вакцина против сальмонеллеза представляет собой:
антиген из смеси бульонных культур штаммов S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415, взятых в равных соотношениях и разрушенных гидроксиламином, при этом 1 мг сухого лизат-антигена соответствует 2,5-3,5×109 микробных клеток.
Способ изготовления заключается в следующем:
- проводят раздельное культивирование штаммов S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415 в биореакторе на бульоне Хоттингера pH 7,2-7,5 и показателем аминного азота 100-120 мг% при подаче воздуха 1 л/мин на 1 л питательной среды и скоростью перемешивания 100 об/мин в течение 10 часов;
- дозировку биомассы определяют при помощи оптического стандарта мутности ПГК им. Тарасевича (посевная доза составляла 100 млн м.к./см3 питательной среды);
- далее добавляют гидроксиламин (NaH2OH·HCl) из расчета 0,065 мг х/ч на 1 млрд микробных клеток при постоянном перемешивании;
- выдерживают в течение 4 суток при температуре 38…39°C;
- доводят pH лизата до 7,4 при помощи 10% NaOH, смешивают лизаты в соотношении 1:1;
- затем осаждение растворенных антигенов осуществляют последовательным добавлением Na2HPO4 и CaCl2 (на 1 мл лизата выпадение 4 мг СаНРO4);
- отстаивают лизат с осадком в течение суток, после чего центрифугируют (2500-3000 об/мин в течение 20 минут);
- удаляют надосадочную жидкость и добавляют пектин пищевой из расчета 1% к полученному лизату;
- лиофильно высушивают и получают готовую вакцину;
- после проводят контроль на стерильность и безвредность.
Полученную вакцину применяют с профилактической целью на поросятах в дозе, эквивалентной 400-600 млрд микробных клеток корпускулярного антигена ежедневно в течение 10 дней с пробиотиком Лактобифадол в дозе 10-12 г на гол./сутки.
Предложенная вакцина безвредна и обеспечивает создание в организме животного напряженного иммунитета длительностью до 6 мес. Наиболее оптимальным для иммунизации поросят является возраст с 30-35 по 45-54 дни жизни.
Пример 1
Реактогенность лизат-антигенов сальмонелл при различных способах их введения испытывали на белых беспородных мышах живой массой 16-18 г и определяли величину LD50 при внутрибрюшинном, подкожном и пероральном введении перечисленных выше антигенов. Из 360 мышей сформировали 36 групп по 10 животных в каждой. Каждой из групп корпускулярные антигены вводили в дозах 2,5×109, 5×109, 10×109, 20×109, 40×109 и 80×109 микробных клеток на голову, а лизированные антигены - в дозах, эквивалентных этим величинам в объеме 0,5 см3.
| Таблица 1 | |||
| Сравнительная реактогенность корпускулярных и лизат-антигенов сальмонелл при разных способах их введения белым мышам | |||
| Способ введения | Штаммы сальмонелл | Виды антигена | Величина LD50, микр. кл. |
| внутрибрюшинно | S.choleraesuis №370 | корпускулярный | 6,58×109 |
| лизированный | 23,72×109 | ||
| S.typhimurium №415 | корпускулярный | 6,18×109 | |
| лизированный | 25,11×109 | ||
| подкожно | S.choleraesuis №370 | корпускулярный | 11,61×109 |
| лизированный | 60,99×109 | ||
| S.typhimurium №415 | корпускулярный | 17,70×109 | |
| лизированный | 79,90×109 | ||
| пероралыю | S.choleraesuis №370 | корпускулярный | 24,07×109 |
| лизированный | 128,46×109 | ||
| S.typhimurium №415 | корпускулярный | 19,92×109 | |
| лизированный | 121,99×109 |
Так реактогенность лизат-антигенов S.choleraesuis №370, выраженная в величинах LD50, была меньше в 3,6 раза по сравнению с реактогенностью корпускулярных антигенов при внутрибрюшинном введении, в 5,3 раза (p≤0,05) при подкожном и пероральном введении. Сходные данные получены и для антигенов S.typhimurium №415. Лизат-антигены были менее реактогенны в сравнении с корпускулярными в 4,1 раза (p≤0,05) при внутрибрюшинном введении, в 4,5 раза (p≤0,05) при подкожном и в 6,1 раза (p≤≤0,05) при пероральном введении.
Таким образом, установлено, что антигены сальмонелл, полученные путем лизиса гидроксиламином бактериальных клеток штаммов S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415 менее реактогенны как при внутрибрюшинном, так и при подкожном и пероральном способах их аппликации белым беспородным мышам по сравнению с корпускулярными (цельноклеточными) антигенами. Это обеспечивает возможность использовать их для иммунизации животных в более высоких дозах, чем корпускулярные антигены, без риска получения побочных эффектов.
Пример 2
В опыте использовали лизат-антигены из сальмонелл серовара S.typhimurium штамма 415. Для иммунизации брали белых беспородных мышей живой массой 16-18 г, которых предварительно проверили на отсутствие в их кишечнике сальмонелл соответствующего серовара, а в фекалиях и крови - специфических антител к ним (в РНАт и РИГА с эритроцитарным диагностикумом). Из мышей сформировали 6 групп по 20 голов в каждой. Животных групп №1, 2 и 3 иммунизировали в течение 5 дней подряд суточной дозой антигена, эквивалентной 20 млрд микробных клеток без протектора, с 1% пектина и сорбированным на отрубях соответственно. Пектин и отруби использовали в качестве протекторов для предотвращения разрушения антигенов в кислой среде желудка животных. Мыши групп №4, 5 и 6 получали аналогичные антигены, но в течение 10 суток подряд и в суточной дозе, эквивалентной 10 млрд микробных клеток. Таким образом, суммарная доза антигенов, получаемых мышами во всех группах, была равной и составляла 100 млрд микр. кл. на голову. Антиген без протектора и с 1% пектина вводили через зонд, а сорбированный на отрубях примешивали к сухому корму.
На 5, 10, 20, 25 и 30-е сутки после последнего введения препаратов из каждой группы убивали по 3 мыши. Содержимое толстого кишечника и сыворотку крови от них исследовали в РИГА с эритроцитарным диагностикумом на наличие копроантител и гуморальных антител к S.typhimurium. Титры антител выражали в виде натуральных логарифмов с основанием 2.
В таблице 2 представлены средние титры гуморальных антител, выявленных в сыворотке крови мышей.
| Таблица 2 | |||||||
| Динамика гуморальных антител к S.typhimurium в сыворотке крови перорально привитых мышей | |||||||
| Типы антигенов | Схема иммунизации | Сроки исследования (сутки после иммунизации) и средние титры n=3) гуморальных антител (log2) | |||||
| 5 | 10 | 15 | 20 | 25 | 30 | ||
| Без протекторв | 5 дней | 2 | U | 2 | 1 | 1 | 1 |
| 10 дней | 4 | 2 | 3 | 3 | 2 | 1 | |
| С 1% пектина | 5 дней | 1,7 | 2 | 1,7 | 1 | 1 | 1 |
| 10 дней | 3 | 3 | 2,7 | 2 | 2 | 1,3 | |
| Сорбированный на отрубях | 5 дней | 2,7 | 2 | 3 | 4 | 2,7 | 2 |
| 10 дней | 2,7 | 2 | 3 | 3,3 | 3 | 3,3 | |
| Контроль | - | - | - | - | - | - |
Данные, полученные при изучении титров антител к S.typhimurium в фекалиях мышей, представлены в таблице 3.
| Таблица 3 | |||||||
| Динамика копроантител к S.typhimurium у перорально привитых мышей | |||||||
| Типы антигенов | Схема иммунизации | Сроки исследования (сутки после иммунизации) и средние титры (n=3) секреторных антител (log2) | |||||
| 5 | 10 | 15 | 20 | 25 | 30 | ||
| Без протекторв | 5 дней | 5 | 10 | 11 | 8 | 7 | 5 |
| 10 дней | 11 | 10,7 | 8 | 8 | 6 | 4,7 | |
| С 1% пектина | 5 дней | 5 | 7 | 7 | 7,3 | 7 | 6 |
| 10 дней | 7,3 | 6,3 | 5,7 | 6 | 6,3 | 6 | |
| Сорбированный на отрубях | 5 дней | 4 | 7,3 | 8,3 | 6,3 | 6 | 5,7 |
| 10 дней | 4,3 | 8 | 6,7 | 6 | 5 | 4,7 | |
| Контроль | - | - | - | - | - | - |
Сравнение же уровней гуморальных и копроантител свидетельствует о том, что копроантитела обнаруживают в значительно более высоких титрах. Пиковый уровень копроантител (15-20 дни наблюдения) был в среднем выше пикового уровня гуморальных антител на 4-5 разведений или в 16-32 раза. К концу месячного срока наблюдения этот показатель составил 3-4 разведения или 8-16 раз.
Таким образом, установлено, что схема пероральной иммунизации, предусматривающая многократное (пяти- или 10-кратное) введение антигена обеспечивает достаточно длительный контакт его с лимфоидной тканью кишечника. Антительный ответ при этом на антигены с протекторами и без них практически не отличается ни по своей величине, ни по длительности в испытанные сроки. Длительные сроки пероральной иммунизации целесообразнее и с той точки зрения, что групповая иммунизация в производственных условиях при такой схеме позволит добиться более точного и равномерного распределения вакцинного препарата в кормах, т.е. более точного его дозирования, а следовательно, и более однородного иммунного фона у вакцинированного поголовья.
Пример 3
Изучение иммуногенности лизат-антигенов при пероральной иммунизации показано в опыте прямого заражения мышей.
С целью изучения иммуногенности испытуемых лизат-антигенов при пероральной иммунизации животных сформировали 15 групп белых беспородных мышей живой массой 18-20 г. Животных групп №1-5 иммунизировали препаратом, состоящим из смешанных в равных количествах лизированных клеток сальмонелл штаммов S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415 с добавлением к ним пробиотического препарата ветеринарного назначения Лактобифадол, группа №6-10, мыши, иммунизированные без пробиотика и группы №11-15 интактный контроль. Иммунизацию осуществляли в течение 10 суток подряд в суточной дозе, эквивалентной 10 млрд микробных клеток сальмонелл (суммарная доза антигенов эквивалентна 100 млрд. микр. кл. на голову). Заражение мышей проводили внутрюбрюшинно в дозах, кратных 10 вирулентным штаммом S.choleraesuis №370 по 0,5 мл на голову. Наблюдение за животными проводилось в течение 10 дней.
| Таблица 4 | |||||||||
| Результаты прямого заражения перорально привитых мышей | |||||||||
| Заражающие дозы | Иммунные животные | Контроль (не иммунные) | |||||||
| С пробиотиком | Без пробиотика | ||||||||
| кол-во голов | пало | кол-во голов | пало | кол-во голов | пало | ||||
| голов | % | голов | % | голов | % | ||||
| 5×101 | 8 | 0 | 0 | 9 | 0 | 0 | 8 | 3 | 37,5 |
| 5×102 | 10 | 1 | 10 | 9 | 2 | 22,2 | 8 | 6 | 75 |
| 5×l03 | 10 | 3 | 30 | 8 | 3 | 37,5 | 8 | 8 | 100 |
| 5×104 | 10 | 6 | 60 | 10 | 6 | 60 | 8 | 8 | 100 |
| 5×105 | 9 | 7 | 77,8 | 7 | 6 | 85,7 | 11 | 11 | 100 |
| LD50 | 1,8×105 | 1,1×105 | 2,6×102 |
В опыте прямого заражения показано, что LD50 у иммунизированных животных достоверно отличается от контрольных не иммунных мышей. Таким образом, иммунизация в течение 10 суток подряд в суточной дозе, эквивалентной 10 млрд. микробных клеток сальмонелл обеспечивает повышение устойчивости к заражению штаммом S.choleraesuis №370 в 700 раз у мышей с пробиотиком и в 400 раз без пробиотика по сравнению с не иммунизированными животными. Следовательно, иммунизация в течение 10 суток вызывает образование специфической невосприимчивости к сальмонеллезу.
Пример 4
Для опыта в одном из хозяйств, благополучном по сальмонеллезу, сформировали 7 групп поросят по 8 голов, подобранных по принципу аналогов в возрасте 14-16 дней. Поросята групп №1, 3 и 5 получали испытуемую вакцину в смеси с комбикормом в течение 10 дней ежедневно в дозах, эквивалентных соответственно 200, 400 и 600 млрд микробных клеток корпускулярного антигена с 45 по 54 дни жизни. Животных групп №2, 4 и 6 иммунизировали по аналогичной схеме, но дополнительно с 15 по 45 дни жизни и в течение всего срока иммунизации они получали в смеси с комбикормом пробиотик Лактобифадол по 10 г на гол./сут. Поросята группы №7 служили интактным контролем.
На 7, 14, 21, 31 и 41 сутки после прекращения иммунизации у поросят отбирали пробы фекалий и крови. Содержимое толстого кишечника и сыворотку крови исследовали в РИГА с эритроцитарными диагностикумами на наличие гуморальных и копроантител к S.typhimurium и S.choleraesuis.
| Таблица 5 | |||||||
| Динамика гуморальных и копроантител у поросят | |||||||
| Сроки исследования, дни | Дозы антигена, группы поросят и титры антител (M±m; log2) | ||||||
| 200 млрд | 400 млрд | 600 млрд | Контроль | ||||
| 1 г | 2 г | 3 г | 4 г | 5 г | 6 г | 7 г | |
| Гуморальные антитела к S.typhimurium | |||||||
| 7 | 2,0±0,9 | 1,8±0,3 | 2,2±0,4 | 2,6±0,6 | 2,6±0,3 | 2,8±0,3 | 0 |
| 14 | 3,3±0,3 | 4,0±0,06 | 3,6±0,3 | 4,5±0,03 | 4,0±0,7 | 5,5±0,5 | 0 |
| 21 | 2,5±0,7 | 3,0±0,05 | 3,3±0,5 | 3,5±0,2 | 3,6±0,7 | 4,0±0,05 | 0 |
| 31 | 2,0±0,9 | 2,5±0,3 | 1,8±0,6 | 3,0±0,2 | 2,3±0,3 | 3,6±0,1 | 0 |
| 41 | 0 | 2,0±0,09 | 0 | 2,0±0,06 | 0 | 2,4±0,5 | 0 |
| Гуморальные антитела к S.choleraesuis | |||||||
| 7 | 2,3±0,3 | 2,3±0,3 | 2,3±0,3 | 2,6±0,3 | 3,0±0,6 | 3,3±0,3 | 0 |
| 14 | 3,3±0,3 | 3,7±0,3 | 4,0±0,6 | 4,7±0,3 | 4,0±0,9 | 5,3±0,3 | 0 |
| 21 | 3,3±0,3 | 3,5±0,2 | 3,5±0,9 | 3,5±0,3 | 3,5±0,5 | 4,5±0,2 | 1,0±0,5 |
| 31 | 1,8±0,6 | 2,0±0,03 | 2,6±0,7 | 2,6±0,3 | 2,6±1,0 | 3,0±0,3 | 1,0±0,3 |
| 41 | 0 | 2,0±0,3 | 1,0±0,6 | 2,0±0,2 | 1,0±0,7 | 2,8±0,3 | 1,0±0,3 |
| Копроантитела к S. typhimurium | |||||||
| 7 | 5,6±0,3 | 5,5±0,7 | 4,3±0,3 | 7,0±0,6 | 5,6±0,7 | 7,6±0,3 | 0 |
| 14 | 7,3±0,7 | 8,3±0,7 | 7,6±0,3 | 8,6±0,3 | 9,3±0,3 | 10,6±0,3 | 0 |
| 21 | 7,3±0,9 | 8,5±0,3 | 7,6±1,0 | 9,0±0,3 | 8,0±0,3 | 9,5±0,3 | 2,0±0,3 |
| 31 | 5,0±0,6 | 5,6±0,3 | 5,3±0,9 | 6,6±0,3 | 6,6±0,3 | 7,0±0,6 | 2,0±0,2 |
| 41 | 3,5±1,5 | 4,0±0,7 | 3,0±0,6 | 4,0±0,3 | 4,0±0,6 | 5,0±1,0 | 3,0±0,3 |
| Копроантитела к S.choleraesuis | |||||||
| 7 | 5,0±0,6 | 7,0±1,0 | 5,3±0,5 | 6,6±0,3 | 7,0±0,6 | 8,0±0,3 | 0 |
| 14 | 7,3±0,6 | 8,3±0,2 | 7,3±0,9 | 9,5±0,3 | 9,0±0,6 | 10,3±0,3 | 0 |
| 21 | 7,0±1,0 | 7,5±0,2 | 7,0±0,5 | 9,3±0,3 | 7,6±0,3 | 10,0±0,2 | 2,0±0,5 |
| 31 | 4,6±0,6 | 5,5±0,3 | 5,0±0,5 | 6,0±1,0 | 6,0±1,0 | 6,3±0,3 | 2,0±0,2 |
| 41 | 3,0±0,9 | 4,0±0,3 | 3,0±1,0 | 3,0±0,5 | 4,0±0,7 | 5,0±0,3 | 3,5±0,5 |
В таблице 5 представлены средние титры гуморальных антител, выявленные в сыворотке крови поросят.Из данных таблицы видно, что все три испытанные дозы антигена обеспечивали синтез специфических антител к сальмонеллам обоих сероваров. Своего максимума титры антител достигали к 14 суткам после прекращения иммунизации, удерживались на этом уровне в течение 5-7 дней и далее снижались. Интенсивность гуморального иммунного ответа носила дозозависимый характер, и титры антител нарастали при увеличении дозы антигена.
Введение в схему обработки поросят Лактобифадола обеспечивало более интенсивный антителогенез за счет иммуномодулирующего эффекта пробиотика. Данный эффект прослеживался при всех трех испытанных дозах. Меньшие значения величин m в группах 2, 4 и 6, что особенно выражено на пике титров антител, свидетельствуют о меньшем разбросе абсолютных показателей титров антител или о более однородном специфическом иммунном ответе в этих группах поросят.
Результаты, приведенные в таблице 5 по динамике копроантител, свидетельствуют, что характер и динамика антительного ответа со стороны лимфоидной ткани кишечника в целом аналогичны таковому при его оценке по гуморальным антителам. Своих пиковых значений титры копроантител достигали к 14-21 дню после последней дачи антигенов, после чего их уровень начинал постепенно снижаться. Сравнение уровней гуморальных и копроантител свидетельствует о том, что копроантитела обнаруживали в значительно большем количестве. Пиковый уровень копроантител (14-21 дни наблюдения) к S.typhimurium был в среднем выше гуморальных на 4-5 разведений или в 16-32 раза, а к S.choleraesuis - на 3-6 разведений или в 8-64 раза. К концу срока наблюдения (41 день после иммунизации) гуморальные антитела к S.typhimurium выявить не удалось, тогда как их уровень к S.choleraesuis составлял 2-2,8 log2. Уровень копроантител к этому сроку составлял 3-5 log2 к обоим серовариантам возбудителя.
Пример 5
Для опыта в одном из неблагополучных по сальмонеллезу хозяйств отобрали 302 глубокосупоросных свиноматки, которых привили испытуемыми антигенами внутримышечно, двукратно за 25-28 и 15-18 дней до опороса. Всех поросят, полученных от свиноматок, разделили на две группы. Группа №1 (882 гол.) с 30 по 35 день жизни получала перорально в смеси с комбикормом испытуемую вакцину. Группа №2 (918 гол.) была привита теми же вакцинами внутримышечно, двукратно в 30-ти и 43-дневном возрасте. При отъеме от свиноматок и переводе на участок доращивания из поросят были сформированы аналогичные группы (сектора): №1 - 644 головы; №2 - 638 голов. В эти же сроки был укомплектован контрольный сектор численностью 643 головы из поросят, полученных от свиноматок, привитых трехкратно вакциной ППД. Сами контрольные поросята против сальмонеллеза не прививались.
За животными наблюдали до их перевода на участок откорма, учитывая сохранность и среднюю живую массу одной головы, переданной на откорм в каждой из групп. Перед началом иммунизации, через 20 дней после прекращения пероральной иммунизации и через 10 дней после второй внутримышечной инъекции испытуемых сальмонеллезных антигенов у 10 поросят в каждой из групп была взята кровь для серологических исследований.
Проведенными исследованиями показано, что предложенная вакцина в испытанных дозах безвредна для поросят 30-35 и 45-54-дневного возраста. Пероральная иммунизация лизат-антигенами сальмонелл по предлагаемому способу обеспечивает длительный контакт его с лимфоидной тканью кишечника и выраженный специфический иммунный ответ организма. Оптимальной дозой является суточная доза, эквивалентная 400-600 млрд на голову корпускулярного антигена.
В производственных условиях пероральная иммунизация позволила повысить сохранность поросят, на 6%, а живую массу поросят, передаваемых на откорм, на 1,4 кг в сравнении с внутримышечно привитыми животными.
Предложенная вакцина апробированна нами с положительным результатом в 2006-2011 гг. в соответствии с Российской Научно-технической программой по фундаментальным и приоритетным прикладным исследованиям по научному обеспечению развития агропромышленного комплекса (АПК), заданию 02.04.01 на базе лаборатории микробиологии с музеем типовых культур Всероссийского Научно-исследовательского института экспериментальной ветеринарии (ВИЭВ) им. Я.Р.Коваленко (РАСХН); ЗАО «Скороднянское» Губкинского района Белгородской области; КФХ «Спыну» Можайского района Московской области на поголовье 620 мышей, 2797 свиней.
Вакцина найдет применение в хозяйствах страны, неблагополучных по сальмонеллезу свиней, позволит сохранить маточное поголовье и получить здоровый приплод.
Источники информации
1. Ж. «Ветеринарная медицина». - 2011. - №1. - С.34-36.
2. Ж. «Ветеринария и кормление» (Веткорм). - 2009. - №5. - С.4-5.
1. Вакцина против сальмонеллеза свиней, отличающаяся тем, что в качестве антигенов содержит штаммы S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415, взятых в равных соотношениях, при этом 1 мг сухого лизат-антигена соответствует 2,5-3,5·109 микробных клеток.
2. Способ изготовления вакцины против сальмонеллеза свиней, охарактеризованной по п.1, отличающийся тем, что биомассу сальмонелл штаммов S.choleraesuis №370 и S.typhimurium №415 раздельно культивируют в биореакторе на бульоне Хоттингера рН 7,2-7,5 и показателем аминного азота 100-120 мг% при подаче воздуха 1 л/мин на 1 л питательной среды и скоростью перемешивания 100 об/мин в течение 10 ч, добавляют гидроксиламин (NH2OH·HCl) из расчета 0,065 мг на 1 млрд. микробных клеток при постоянном перемешивании, выдерживают в течение 4 суток при температуре 38…39°С, доводят рН лизата до 7,4 при помощи 10% NaOH, смешивают лизаты 1:1, затем осаждают растворенные антигены последовательным добавлением Na2HPO4 и СаСl2 - на 1 мл лизата выпадение 4 мг СаНРO4 , отстаивают лизат с осадком в течение суток, после чего центрифугируют 2500-3000 об/мин в течение 20 мин, удаляют надосадочную жидкость и добавляют пектин пищевой из расчета 1% к полученному лизату, лиофильно высушивают и получают вакцину.
3. Способ профилактики сальмонеллеза свиней заключается в пероральном введении вакцины, охарактеризованной по п.1, поросятам в возрасте с 30-35 по 45-54 дни жизни в дозе, эквивалентной 400-600 млрд. микробных клеток корпускулярного антигена, ежедневно в течение 10 дней с пробиотиком ветеринарного назначения Лактобифадол в дозе 10-12 г на голову в сутки.